IL-33敲除促进弓形虫感染小鼠腹腔巨噬细胞的M1偏移
何小丽1, 吴林青2, 许伟群1, 颜彩铃3, 林俊锦3, 张鲁榕4, 章涛2
1.福建医科大学基础医学实验教学中心,福州 350122
2.福建医科大学基础医学院免疫学系,福州 350122
3.福建医科大学基础医学科研中心,福州 350122
4.福建省临床医学实验平台/福建省肿瘤个体化主动免疫重点实验室(福建医科大学附属第一医院),福州 350005;
通讯作者:章 涛,Email: zjdrzht@mail.fjmu.edu.cn;张鲁榕,Email: lz8506@163.com

何小丽,吴林青同等贡献

摘要

目的 研究IL-33敲除(IL-33-/-)对小鼠急性弓形虫感染腹腔巨噬细胞(pMφ)极化的影响,探讨IL-33-/-在弓形虫感染免疫应答中的作用。方法 收集C57BL/6 IL-33-/-小鼠和野生型(WT)小鼠pMφ,各分为弓形虫感染组和未感染组,比较各组pMφ 感染率、细胞因子及表面分子表达水平的变化。结果 IL-33-/-小鼠pMφ 弓形虫感染30 min后的感染率低于WT小鼠( t=-2.49, P<0.05);IL-33-/-小鼠感染组pMφ M1型标志物NO( t=29.71, P<0.05)、MHCⅡ( t=19.05, P<0.05)、TLR4( t=8.34, P<0.05)表达高于WT小鼠感染组,而M2型标志物CD206表达低于WT小鼠感染组( t=-3.34, P<0.05);感染组小鼠pMφ NO、IL-10、TNF-α、MHCⅡ类分子及CD86的表达高于各自未感染对照组;IL-33敲除和弓形虫感染对IL-33-/-与WT小鼠pMφ MHCⅡ( F=5.25, P<0.05)、TLR2(F=14.88, P<0.05)分子的表达有交互作用。结论 在急性弓形虫感染早期,IL-33敲除驱动小鼠pMφ 向M1方向极化,促进pMφ 抗感染。

关键词: IL-33; 巨噬细胞; 急性弓形虫感染; 极化
中图分类号:R382.5 文献标志码:A 文章编号:1002-2694(2018)04-0308-07
IL-33 deficiency promotes M1 polarization of mouse peritoneal macrophages infected with Toxoplasma gondii
HE Xiao-li1, WU Lin-qing2, XU Wei-qun1, YAN Cai-ling3, LIN Jun-jin3, ZHANG Lu-rong4, ZHANG Tao2
1. Experimental Teaching Center of Basic Medical Sciences, School of Basic Medical Sciences, Fujian Medical University, Fuzhou 350122, China
2. Department of Immunology, School of Basic Medical Sciences, Fujian Medical University, Fuzhou 350122, China
3. Scientific Research Center of Basic Medical Sciences, School of Basic Medical Sciences, Fujian Medical University, Fuzhou 350122, China
4. Fujian Platform for Medical Research at the First Affiliated Hospital, Fujian Key Laboratory of Individualized Active Immunotherapy and Key Laboratory of Radiation Biology, Fujian province, Fuzhou350005, China
Corresponding authors: Zhang Tao, Email: zjdrzht@mail.fjmu.edu.cn;Zhang Lu-rong,Email: lz8506@163.com

HE Xiao-li and WU Ling-qing have an equal contribution to this paper.

Abstract

We investigated the effect of IL-33 knockout on the polarization of peritoneal macrophages from mouse with acute Toxoplasma infection, in order to uncover the function of IL-33 knockout in mice macrophages with acute Toxoplasma infection. pMφ was isolated from C57BL/6 wild type and IL-33 deficient mice and divided into Toxoplasma infected group and control group respectively. Infection rate of pMφ was determined; the mRNA of iNOS, Arg-1, IL-1, IL-10 and IL-12 were analyzed by real-time PCR; the secretion of IL-12, TNF-α, IL-10 and NO were detected by ELISA and Griess method respectively; the surface molecules (CD80, CD86, CD206, TLR4, TLR2, MHCⅡ) were analyzed by flow cytometry. Results showed that the infection rate of pMφ was deceased in IL-33-/- mice compared with wild-type mice ( t=-2.49, P<0.05); the expression of M1 makers NO( t=29.71, P<0.05), MHCⅡ( t=19.05, P<0.05), CD86 and TLR4( t=8.34, P<0.05) were increased ( P<0.01) while the M2 maker (CD206) was down-regulated in IL-33-/- mice infected with Toxoplasma than that in the wild-type infected group; the secretion of NO, IL-10, TNF-α and the expression of MHCⅡand CD86 were higher in infected group of both IL-33-/- and wild-type mice compared with uninfected control group respectively ( P<0.01). Results suggest that IL-33 knockout promote the secretion of NO and the expression of MHCⅡ( F=14.88, P<0.05), CD86 and TLR4 via driving polarization of M1 macrophages, thereby enhancing the immune protection in acute Toxoplasma infection.

Keyword: interleukin-33; macrophage; acute Toxoplasma infection; polarization

弓形虫是一种专性的细胞内寄生原虫, 可以感染几乎所有的温血动物, 呈全球性分布。弓形虫感染可导致人和其它哺乳动物流产, 是人先天致畸的重要病原体, 也是引起免疫缺陷疾病如AIDS和长期使用免疫抑制剂病人死亡的重要原因[1, 2]

白介素-33(interleukin-33, IL-33)是2005年作为磺基转移酶同源体(homolog of sulfotransferase, ST2)的配体被发现的一个新的IL-1家族成员。ST2选择性地在Th2细胞上表达, Th1则不表达, IL-33与ST2结合, 通过下游信号分子髓样分化因子88(MyD88), IL-1相关蛋白激酶(IRAK)和肿瘤坏死因子受体相关因子 6(TRAF6), 使NF-κ B 和MAPK活化, 从而调节基因的转录, 促进Th2细胞因子IL-4、IL-5和IL-13的产生及发挥后续的生物学功能[3], 故IL-33可增强Th2免疫反应。同时, IL-33也是Th2细胞的趋化因子, 促使Th2细胞在淋巴结和组织中募集, 通过促进Th2免疫反应、趋化嗜酸粒细胞、改变Mφ 的极化趋势, 在多种炎症性疾病中发挥作用, 如感染性疾病、过敏性疾病、自身免疫性疾病等[3, 4, 5, 6]

巨噬细胞(macrophage, Mφ )是一种多分化来源的细胞, 具有复杂的异质性与功能的多样性, 在不同的微环境及不同的因子作用下可被激活成不同的表型, 根据极化后细胞表面标志性分子及功能的不同, Mφ 大体可分为经典激活的Mφ (Ml型)和替代激活的Mφ (M2型)。M1型细胞以CD68+、CD86+、MHCⅡ +为表型特征, 表达诱导型一氧化氮合成酶(iNOS), IL-12及膜蛋白CD16/32; 通过产生iNOS分解L-精氨酸产生NO及反应性氧中间物(ROI), 促进炎症反应以及清除入侵微生物; 高效递呈抗原、高水平合成促炎细胞因子, 是激活Thl细胞反应的效应细胞, 具有抗病原微生物和肿瘤细胞的作用[7, 8, 9]。而M2型细胞则通过表达I型精氨酸酶(Arginase1, Arg1)分解L-精氨酸产生L-鸟氨酸, L-鸟氨酸是脯氨酸前体, 能促进胶原合成, 促进损伤部位的修复; 低表达IL-12, 高表达IL-10、Arg1、甘露糖受体(CD206)、YM-1(几丁质酶家族成员)等; 抗原递呈功能弱, 通过抑制Thl免疫反应, 诱导Th2细胞, 抑制急性炎症反应、参与慢性炎症、肿瘤转移、超敏反应、创伤愈合等的发生和发展、促进损伤组织修复、重构和血管生长功能。iNOs和Arg1两者竞争性地结合L-精氨酸, 并通过代谢产物发挥促炎或抗炎的相反作用[10, 11, 12, 13, 14]

近期的研究表明, IL-33可促进Mφ 向M2方向极化, 在Mφ 的极化中发挥重要作用。在IL-33诱导的气道炎症中, IL-33促进静止状态的肺泡巨噬细胞(AMs)向M2方向极化, 表达CD206, IL-4Rα , 产生高水平的CCL24和CCL17, 去除AMs会减轻气道炎症反应。体外实验也显示, IL-13/IL-4Rα 信号通路在IL-33驱使AMs向M2a方向极化中起关键作用, IL-33放大了IL-13诱导的肺泡及骨髓来源的Mφ 向M2a方向极化, 增加Arg-1, YM-1及CCL24和CCL17的表达。在先天性及抗原诱导性的气道反应性炎症中, IL-33/ST2在AMs向M2a极化中起重要作用[13]。Yang Z等的研究也证实IL-33诱导AMs主要是通过AAM自分泌IL-13激活IL-4Rα -STAT6途径, Mφ 作为IL-25/IL-33的效应细胞在Th2型免疫反应中起重要作用。去除小鼠Mφ 会减弱IL-25/IL-33诱导的2型免疫反应[15]。Besnard A-G等在研究小鼠实验性脑型疟疾(ECM)时也证实:IL-33通过促进Th2型的先天性淋巴细胞(ILC2)产生2型的细胞因子, 如IL-4, IL-5, IL-13, 从而驱使Mφ 向M2型极化, 而M2型细胞再影响Tregs, 最终抑制Th1免疫反应, 减少IFN-γ , IL-12 和TNF-α 的分泌, 抑制ECM的进一步发展[16]。最新研究也显示IL-33在柯萨奇病毒引起的心肌炎[5]和三硝基苯磺酸诱导的肠炎[6]中通过诱导Mφ 向M2方向极化从而减轻炎症发展。

综上所述, 可见IL-33在Mφ 的极化中起重要作用, 关于其在弓形虫感染Mφ 中的免疫作用还未见报道。因此本课题通过观察IL-33-/-小鼠PMφ 弓形虫感染后的极化趋势, 进一步探讨IL-33在弓形虫感染免疫应答中的作用。

1 材料与方法
1.1 虫株

ZS株刚地弓形虫(人源), 基因型为ToxoDB#9 (Chinese 1), 由本室传代保种。

1.2 实验动物

SPF级雌性C57BL/6 WT和IL-33-/-小鼠各48只, 鼠龄12~14周, 体重22~25 g, 昆明鼠30只。C57BL/6 WT小鼠购自上海斯莱克实验动物有限责任公司[许可证号码:SCXK(沪)2012-0002, 合格证编号:20150 00509916, 2015000518671], C57BL/6 IL-33-/-小鼠由福建中医药大学林炜教授提供, 和昆明鼠小鼠一起饲养于福建医科大学实验动物中心(实验动物使用许可证号:SYXK(闽)2012-0001, 适用范围:SPF 级鼠类), 动物房SPF层流柜中, 鼠笼、鼠料、垫料、饮水经过高压消毒灭菌, 每周垫料更换两次, 动物使用协议由动物审查委员会批准。

1.3 试剂及仪器

吉姆萨染液(北京中杉金桥生物有限公司); 引物(上海生工); PerCP-Cy5.5 anti-mouse CD80, PE anti-Mouse TLR4, PE-anti-Mouse MHCⅡ , FITC-anti-mouse CD14, FITC-anti-mouse TLR2, Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl PE/ Rat IgG2a, κ Isotype Ctrl APC(美国eBiosciences); APC anti-mouse CD206, Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl PE, APC anti-mouse CD86(美国Biolegend); RPMI 1640 培养液(美国Hyclone); 胎牛血清(美国Gibco); Mouse IL-10, IL-12, TNF-α ELISA kit (杭州联科生物); Griess Reagent System (美国Promega); RevertAidTM First Strand cDNA Synthesis Kit(美国 Fermentas); SYBR Green Master(美国Roche); 温度梯度PCR仪(德国Eppendorf公司); 台式高速冷冻离心机Neofuge 15R(香港Heal Force Development Ltd); 酶标仪Multiscan FC、CO2培养箱Thermo Forma 3111型(美国Thermo Fisher); Mx3005p实时荧光定量PCR仪ND2000C(美国StrataGene); 流式细胞仪(美国BD公司); 超净台(苏州苏净安泰); 超低温冰箱(英国NBS)。

1.4 方法

1.4.1 小鼠基因型鉴定 采用Keisuke Oboki[17]设计的引物, 由上海生物工程公司合成(表1), 提取小鼠鼠尾 DNA, PCR鉴定小鼠基因型。

表1 C57B/L WT及IL-33-/-小鼠基因型鉴定引物 Tab.1 Primer sequences for genotyping

1.4.2 小鼠pMφ 弓形虫感染率测定 参照文献[18]收集12~14周左右的 C57BL/6 WT 及 IL-33-/-小鼠 pMφ , 每组6只, 调整细胞浓度至1× 106个/mL, 以0.5 mL/孔接种于放了爬片的24孔细胞培养板中, 放入37 ℃, 5% CO2培养箱培养2 h, 去除未贴壁的细胞, 加入新鲜的0.5 mL 培养液继续

培养24 h; 加入0.5 mL 培养液稀释的2.5× 106个/mL弓形虫速殖子(液氮复苏后传3代以上), 轻轻混匀后, 继续培养30 min; 弃培养上清液, 加入 PBS 洗涤1次, 冷风吹干, 加入0.5 mL 的甲醇固定3 min, 吸弃残余的甲醇溶液, 加入姬姆萨染液0.5 mL 染色30 min, 用蒸馏水洗涤2次, 吹干爬片, 用中性树脂固定于载玻片上, 高倍镜下观察, 计数200个细胞的感染率。

感染率= 含有弓形虫速殖子的pMφ镜下计数200pMφ× 100%

1.4.3 实验分组及细胞培养和弓形虫感染方法 实验分4组, 分别为 IL-33-/-小鼠 pMφ 弓形虫感染组和未感染组, WT 小鼠 pMφ 弓形虫感染组和未感染组。收集 WT 和IL-33-/- 小鼠 pMφ , 每组各6只, 按5× 105细胞/孔, 复孔接种到24孔细胞培养板, 置37 ℃, 5% CO2培养箱培养2 h; 洗去未贴壁细胞, 加入0.5 mL新鲜的培养液继续培养24 h; 取复孔中的一孔为感染孔, 加入弓形虫速殖子1.2× 105个/mL, 0.5 mL/孔; 另一孔为未感染孔加入0.5 mL 培养液, 继续培养24 h; 吸取培养上清液离心分装冻存于-70 ℃用于NO、TNF-α 、IL-10、IL-12 的检测; 收集细胞进行 Real-time PCR 和流式检测。

1.4.4 Real-time PCR检测弓形虫感染前后pMφ iNOS、Arg-1、IL-1、IL-10、IL-12 mRNA的表达 取感染24 h后收集的各组细胞, 经Trizol 裂解、提取RNA、OD260/280测定其浓度和纯度; 按逆转录试剂盒逆转录为 cDNA, 采用20 μ L 反应体系; 按FastStart Universal SYBR Green Master(ROX)说明书进行Real-time PCR 扩增, 以β -actin作为内参检测 iNOS、Arg-1、IL-1、IL-4、IL-10、IL-12 mRNA相对表达量, 引物见表2; PCR扩增条件为50 ℃ 2 min→ 95 ℃ 预变性10 min→ (95 ℃变性15 s, 60℃退火1 min→ 40个循环体系)→ 95 ℃ 15 s → 60 ℃ 1 min→ 95 ℃ 15 s。反应结束后, 用△ Ct法进行计算:△ Ct=Ct目的基因-Ct参照基因, △ △ Ct= (Ct目的基因-Ct参照基因)实验组-(Ct目的基因-Ct参照基因)对照组, 2-△ △ Ct的意义即实验组目的基因相对于对照组目的基因表达量变化倍数, 野生型小鼠未感染组为对照组。

表2 Real-time PCR 引物表 Tab.2 Primer sequences for real-time PCR

1.4.5 酶联免疫吸附试验(ELISA)检测各组pMφ 弓形虫感染后TNF-α 、IL-10、IL-12的分泌水平 采用双抗体夹心酶联免疫吸附检测技术, 按ELISA试剂盒说明书进行操作。

1.4.6 Griess方法检测弓形虫感染前后各组pMφ NO的分泌水平 按试剂盒说明书进行操作。

1.4.7 流式细胞术检测弓形虫感染前后各组 pMφ 表面分子(CD80、CD86、CD206、TLR4、TLR2、MHCⅡ )的表达水平 胰酶消化收集各组细胞, 洗涤后, 加入含封闭抗体(CD16/32)的细胞洗液80 μ L, 混匀, 冰浴10 min; 加入各管相应的 Ab(CD80/CD206/TLR4; CD86/MHCⅡ /TLR2)20 μ L, 漩涡混匀, 4 ℃, 避光35 min; 加入含1%多聚甲醛的 PBS 固定液0.5 mL, 上流式细胞仪检测。

1.4.8 统计学方法 数据以 x¯± s表示, 采用SPSS 19.0 进行统计分析, 感染率及细胞表面分子CD206阳性百分率比较采用独立样本成组t检验分析, 其余检测结果均采用裂区设计进行分析验证; P< 0.05为差别具有统计学意义。

2 结 果
2.1 小鼠基因型的鉴定

以PCR鉴定本实验用小鼠为C57BL/6 WT 和IL-33-/- 小鼠。

2.2 小鼠pMφ 纯度鉴定

FITC-CD14染色检测纯度为95%左右(图1)。

图1 小鼠pMφ 鉴定(左)及同型对照(右)Fig.1 Identification of pMφ

2.3 小鼠pMφ 感染率比较

C57BL/6 WT和IL-33-/- 小鼠pMφ 感染弓形虫速殖子30 min后, IL-33-/- 小鼠pMφ 感染率低于WT小鼠(数值分别为0.95± 0.01及0.98± 0.01, t=-2.49, P< 0.05), 提示IL-33-/- 小鼠pMφ 抗弓形虫感染能力增强。

2.4 IL-33-/- 和弓形虫感染对小鼠pMφ M1型标志物表达的影响

2.4.1 IL-33-/-对pMφ M1型标志物表达的影响 IL-33-/-感染组pMφ 上清液中NO的浓度(F=29.71, P< 0.05)及细胞表面MHCⅡ (F=19.05, P< 0.05)、TLR4(F=8.34, P< 0.05)阳性百分率高于WT感染组, 提示IL-33-/-促进弓形虫感染的小鼠pMφ 分泌NO, 表达MHCⅡ 和TLR4分子; 而TLR2阳性百分率表达则相反(F=14.88, P< 0.01), 提示IL-33-/-抑制了pMφ TLR2的表达; IL-33-/-小鼠感染组pMφ iNOS(F=0.96, P< 0.01)、IL-1(F=0.83, P< 0.01)、IL-12 mRNA(F=1.32, P< 0.01)的表达, TNF-α 的分泌(F=0.98, P> 0.05)及表面分子CD80(F=0.23, P> 0.05)、CD86的表达(F=0.02, P> 0.05)与WT小鼠感染组比较均无统计学差异, 见表3

表3 pMφ M1型标志物检测结果比较 Tab.3 Expression of pMφ M1 marks

2.4.2 弓形虫感染对小鼠pMφ M1型标志物表达的影响 IL-33-/-和WT小鼠感染组pMφ TNF-α (F=11.56, P> 0.05)、NO分泌水平(F=16.68, P> 0.05)及CD86(F=13.43, P> 0.05)、TLR4(F=57.57, P> 0.05)、MHCⅡ (F=34.34, P> 0.05)表面分子的表达均高于各自未感染对照组, 提示感染促进了IL-33-/-和WT小鼠pMφ 上述炎性介质及表面分子的表达; 弓形虫感染对IL-33-/-和WT小鼠pMφ iNOS(F=0.69, P> 0.05)、IL-1(F=0.02, P> 0.05)、IL-12 mRNA(F=2.46, P> 0.05)表达及表面分子CD80(F=1.87, P> 0.05)、TLR2(F=3.33, P> 0.05)表达的比较均无统计学差异, 见表3

2.4.3 IL-33-/- 和弓形虫感染双因素对小鼠pMφ M1型标志物表达的影响 IL-33-/- 和感染双因素对小鼠pMφ MHCⅡ 分的表达有交互促进作用(F=5.25, P< 0.05, 图2), 而对TLR2的表达则是明显的交互抑制作用(F=14.88, P< 0.01, 图3), 提示IL-33-/-促进弓形虫感染的小鼠pMφ 表达MHCⅡ 分子, 而抑制TLR2的表达。 IL-33-/- 和感染双因素对IL-33-/- 小鼠与WT小鼠间iNOS、IL-1、IL-12mRNA、TNF-α 、NO、CD80、CD86、TLR4的表达无交互影响。

图2 IL-33敲除与感染对小鼠 pMφ MHCⅡ 表达的交互作用Fig.2 Interaction of IL-33 knockout and infection on the expression of MHCⅡ on pMφ

图3 IL-33敲除与感染对小鼠 pMφ TLR2表达的交互作用Fig.3 Interaction of IL-33 knockout and infection on the expression of TLR2 on pMφ

2.5 IL-33-/- 和弓形虫感染对小鼠pMφ M2型标志物表达的影响

与WT感染组比较, IL-33-/- 感染组小鼠pMφ CD206的表达降低(t=-3.34, P< 0.01); 而弓形虫感染促进了WT和IL-33-/- 小鼠pMφ IL-10的分泌(F=6.18, P< 0.05); IL-33-/- 和感染双因素对小鼠pMφ Arg-1、IL-10 mRNA、CD206、IL-10的表达无交互作用, 见表4

表4 pMφ M2型标志物检测结果比较 Tab.4 Expression of pMφ M2 marks
3 讨 论

弓形虫感染pMφ 后, 会劫持宿主细胞器进行繁殖[19], 最终导致大量宿主细胞裂解破碎。本实验弓形虫感染pMφ 30 min后IL-33-/- 小鼠pMφ 胞内速殖子的数量少于WT小鼠, 提示IL-33-/- 小鼠pMφ 与WT小鼠比较, 抗弓形虫感染的能力增强。因此, 本研究于弓形虫感染小鼠pMφ 24 h后同时检测pMφ mRNA的表达水平、细胞培养液中细胞因子和炎性介质的分泌水平、细胞表面标志性分子的表达水平, 以达到比较客观的观察在IL-33-/- 与弓形虫感染双因素作用下小鼠pMφ 的变化。IL-33-/-小鼠感染组细胞培养液中NO明显升高(F=16.68, P< 0.01), 提示感染早期IL-33-/- 促进pMφ 生成NO, 后者可与Mφ 氧化酶所产生的过氧化氢或过氧化物结合, 产生杀伤微生物的过亚硝酸盐基[18, 20]。弓形虫感染明显促进了感染组小鼠pMφ NO及TNF-α 的分泌, 提示弓形虫感染增强了小鼠pMφ 的抗炎活性。而Real-time PCR检测弓形虫感染后小鼠pMφ iNOS、Arg-1、IL-1、IL-10、IL-12 mRNA表达水平显示, IL-33-/- 和感染对各个指标mRNA表达水平变化无统计学意义, 结合细胞培养液中NO和IL-10含量明显升高的变化, 可能与检测的时间点滞后有关系。

弓形虫蛋白会抑制 γ -干扰素激活的Mφ 表达MHCⅡ 类分子[21, 22], 而在本次研究中却观察到感染组小鼠pMφ 表面MHCⅡ 类分子表达明显高于未感染对照组, 分析结果显示:IL-33-/- 小鼠pMφ 弓形虫感染后MHCⅡ 类分子的表达高于WT型感染组。同时, 感染组小鼠pMφ CD86分子也明显高于未感染对照组。MHCⅡ 类分子为激活CD4+ T细胞提供第一信号, 而CD86是CD28的配体, 提供T细胞激活的共刺激信号。感染组小鼠pMφ 表面MHCⅡ 类分子和CD86分子表达增高, 提示弓形虫感染可能增强了CD4+ T细胞激活的双信号, 促进 T细胞的生长和分化。由于弓形虫为胞内寄生原虫, 细胞免疫在整个抗弓形虫感染过程中发挥了极其重要的作用。CD4+T细胞在抗弓形虫感染中发挥重要的免疫调节作用, 而CD8+T细胞发挥细胞杀伤作用[18]。本课题组前期的研究发现急性弓形虫感染时WT小鼠CD4+T细胞/CD8+T细胞比例逐渐降低, 随着感染进展CD8+T细胞在数量上比CD4+T细胞占优势。而IL-33-/-小鼠则刚好相反。这一点和文献报道的弓形虫脑炎时NF-κ B-/-小鼠脑中CD8+T细胞数量少于野生型小鼠相符[23]。因此IL-33-/- 可能通过促进M1巨噬细胞CD86、MHCⅡ 类分子的表达促进CD4+ T细胞发挥免疫调节作用。

Toll样受体是一类跨膜受体, 可识别并结合相应的病原体相关的分子模式(PAMP), 在弓形虫感染中主要通过启动TLR/MyD88信号传导途径[24], 诱导某些炎症介质(如细胞因子)和某些杀菌分子(如NO等), 介导炎性反应并发挥杀寄生虫作用[25, 26]。弓形虫糖基磷脂酰肌醇类(GPIs)可活化TLR2和TLR4[24]。我们发现感染组小鼠pMφ TLR4表达明显高于对照组, IL-33-/- 促进了小鼠pMφ TLR4的表达。但在本次实验中, IL-33-/- 小鼠感染组pMφ TLR2的表达明显低于WT感染组。Mun HS等观察到TLR2敲除小鼠口服感染弓形虫无毒株包囊后8 d内全部死亡, 而TLR4敲除小鼠及野生型小鼠则全部存活; 发现TLR2敲除小鼠 pMφ 感染弓形虫后未能产生NO和 γ -干扰素等抗弓形虫感染的炎性介质[27]。本实验 IL-33-/- 小鼠pMφ 感染弓形虫后表面受体TLR2表达降低是否与受体内化有关还有待后续进一步研究。

综上所述, 在急性弓形虫感染早期, IL-33-/- 小鼠pMφ 高表达MHCⅡ 类分子、NO、TLR4、CD86等M1型标志, 而M2型标志物CD206表达降低。提示IL-33-/- 可能通过调控Mφ 向M1亚群分化, 分泌NO等活性介质, 表达MHCⅡ 类分子、CD86等分子参与抗弓形虫免疫应答。

The authors have declared that no competing interests exist.

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