2019-2020年湖北部分地区G9P[8]型人轮状病毒基因特征
杨立君1, 陈月1, 米文琴1, 唐一通2, 范久波2, 王媛2, 廖诗英2, 陈焕春1, 何启盖1, 江云波1
1.华中农业大学动物医学院农业微生物学国家重点实验室,武汉 430070
2.湖北文理学院医学部,武汉 430070
通信作者:江云波,Email: jiangyb@mail.hzau.edu.cn; ORCID: 0000-0002-1205-7149
摘要

目的 对人A组轮状病毒进行检测及分离鉴定,并研究其各基因片段的遗传进化关系。方法 2019-2020年对湖北武汉市和襄阳市临床腹泻病人的粪便样品进行采集,共319份。设计特异性轮状病毒VP6基因引物,RT-PCR检测轮状病毒的感染情况。将阳性样品接种于MA104细胞进行轮状病毒的分离。RT- PCR特异性扩增VP6基因和特异性间接免疫荧光对其进行病毒鉴定及病毒增殖检测;并进一步通过RT-PCR扩增轮状病毒的11个基因片段,在线工具Rota C V2.0对测序结果进行分型分析。Mega软件对其全基因组序列进行遗传进化分析。结果 轮状病毒感染阳性标本共69份,阳性率为21.63%。成功分离获得11株人轮状病毒,主要衣壳蛋白VP7和VP4基因型均为G9P[8]型。其中3株轮状病毒归属于类Wa株毒株,基因型图谱为G9-P[8]-I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E1-H1。8株毒株在 Wa-like的基因型中具有DS-1-like的NSP4为E2基因型特征。基因型图谱为G9-P[8]-I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E2-H1。结论 G9P[8]型人轮状病毒毒株在2019-2020年湖北部分地区占主导趋势,且其NSP4基因以E2基因型为主要流行形式。

关键词: 轮状病毒; 分离鉴定; 基因型; 遗传进化分析
中图分类号:R373.2 文献标志码:A 文章编号:1002-2694(2022)04-0359-07
Genetic characteristics of human rotavirus with the G9P[8] genotype in Part Area of Hubei Province from 2019 to 2020
YANG Li-jun1, CHEN Yue1, MI Wen-qin1, TANG Yi-tong2, FAN Jiu-bo2, WANG Yuan2, LIAO Shi-ying2, CHEN Huan-chun1, HE Qi-gai1, JIANG Yun-bo1
1. State Key Laboratory of Agricultural Microbiology, College of Veterinary Medicine, Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China
2. Department of Medicine, Hubei University of Arts and Sciences, Wuhan 430070, China
Corresponding author: Jiang Yun-bo, Email: jiangyb@mail.hzau.edu.cn
Abstract

Human rotavirus group A was detected, isolated and identified, and the genetic evolutionary relationships among its gene fragments were studied. A total of 319 diarrhea-related samples from hospitals in Wuhan and Xiangyang, Hubei province, were collected from 2019 to 2020. Specific primers for the rotavirus VP6 gene were designed, and rotavirus infection was detected with RT-PCR. The positive samples were inoculated into MA104 cells for rotavirus isolation. The virus was identified through amplification of the VP6 gene and specific indirect immunofluorescence. Then 11 rotavirus gene fragments were amplified by RT-PCR, and the sequencing results were typed with Rota C v2.0. The whole genome sequence was analyzed in mega software. A total of 69 samples were found to be positive for rotavirus, and the positivity rate was 21.63%. Eleven human rotavirus strains were successfully isolated. The main capsid protein VP7 and VP4 genotypes of all strains were G9P[8]. Three rotavirus strains were wa like strains, and the genotype constellation was G9-P[8]-I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E1-H1. Among the wa like genotypes, eight strains had the E2 genotype characteristic for NSP4 of DS-1-like strains. The genotype constellation was G9-P[8]-I1- R1-C1-M1-A1-N1-T1-E2-H1. G9P[8] human rotavirus strains remained dominant in some areas of Hubei province from 2019 to 2020, and the NSP4 gene of the epidemic strains was of the E2 genotype. The results lay a foundation for further study of the characteristics of rotavirus epidemic strains and prevention.

Key words: Rotavirus; isolation and identification; genotype; genetic evolution analysis

轮状病毒(Rotavirus, RV)可导致5岁以下儿童和婴幼儿感染急性胃肠炎, 也可以感染猪、牛、犬猫等多种幼龄哺乳动物, 引起腹泻, 是一种重要的人兽共患病原体。儿童患病时如果病情处理不当, 可能会导致严重脱水, 最终引起死亡[1]; 动物感染轮状病毒会引起腹泻, 影响生产率乃至经济发展[2]。迄今为止, RV已经从人类以及多种非人类的哺乳动物和鸟类中分离出。

RV属于呼肠孤病毒科(Reoviridae)的轮状病毒属(Rotavirus), 根据VP6蛋白的抗原差异, 可分为9个种(群), 分别命名为A、B、C、D、E、F、G、H和I, 可能还有第10种J[3]。其中, A群轮状病毒(RVA)是引起人及多种动物急性腹泻的主要病原体。

RV基因组由分段的双链 RNA(double-stranded RNA, dsRNA)共11个基因片段组成, 包括6种结构蛋白(VP1-VP4、VP6和VP7)和6种非结构蛋白(NSP1-NSP6)。除第11个片段编码2个蛋白质(NSP5和NSP6)外, 其余所有片段均编码1个病毒蛋白。外部衣壳蛋白VP4和VP7在病毒复制和诱导保护性免疫中具有重要作用, 诱导产生中和抗体, 且在复制早期调节吸附和侵入。RV由胰蛋白酶切割VP4蛋白为VP5和VP8而激活, 与细胞膜上相应受体结合, 可直接穿过细胞膜或被囊泡包裹进入细胞质。不同RV毒株同源基因片段的非编码区(untranslated regions, UTR)高度保守, 包含基因特异性保守序列[4, 5]

轮状病毒分类委员会提出了一种基于11个RVA基因组片段中编码区核苷酸序列同源性临界值的百分比的新轮状病毒分类方案。Gx-P[x]-Ix-Rx-Cx-Mx-Ax-Nx-Tx-Ex-Hx, x代表该命名下RV所相应的基因型, 对应VP7-VP4-VP6-VP1-VP2-VP3-NSP1-NSP2-NSP3-NSP4-NSP5/6的顺序[6]。迄今为止, 已从人类和动物中鉴定出RVA至少27种G、37种P、16种I、9种R、9种C、8种M、16种A、9种N、12种T、15种E和11种H基因型[6]。人轮状病毒通常主要分为3种基因型毒株:1)类Wa株流行株, 基因型为I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E1-H1, VP7和VP4基因型组合为G1P[8]、G3P[8]、G4P[8]和G9P[8]; 2)类DS-1株流行株, 基因型为G2-P[4]-I2-R2-C2-M2-A2-N2-T2-E2-H2; 3)类AU-1株流行株, 基因型为G3-P[9]-I3-R3-C3-M3-A3-N3-T3-E3-H3[7]

近年来, 对人群中轮状病毒进行监测的多个研究发现动物源轮状病毒的基因型, 且序列之间显示出紧密的同源性, 说明RV存在种间传播, 动物源轮状病毒可跨种传播感染人类[8, 9, 10]。本研究于2019-2020年间, 收集湖北部分地区腹泻病人的粪便相关样品, 开展RV的检测及其病原的分离鉴定, 同时进行全基因组序列的测定, 分析其11个基因片段的基因型, 构建各基因片段的进化树, 研究其各基因片段的遗传进化关系, 以期揭示湖北地区RVA毒株的临床感染及其遗传变异信息。为进一步诊断和防控轮状病毒的感染奠定基础。

1 材料与方法
1.1 临床材料

2019-2020年在湖北省武汉市和襄阳市采集腹泻病人粪便样品, 分别采集腹泻儿童样品256份, 成人腹泻病人样品63份, 共319份。

1.2 试剂及细胞

Trizol、反转录试剂盒为艾科瑞生物公司产品; 大肠杆菌DH5α 感受态细胞由本实验室制备保存; 平末端克隆载体pEASY-blunt购自北京全氏金生物技术有限公司; T4连接酶、dNTPs、Loading Buffer、DNA Marker、黏性末端载体pMD18-T购自宝生物工程(大连)有限公司; 酵母浸出物和胰蛋白胨购自OXOID公司; Q5高保真酶购自为美国纽英伦生物(NEB)产品; KOD-Plus-Neo高保真酶购自东洋纺(上海)生物科学有限公司; 2× Taq Plus Master Mix酶为南京诺维赞生物科技有限公司产品; 西班牙琼脂糖(biowest agarose)购自GENE TECH公司; 琼脂糖凝胶回收试剂盒、质粒小提试剂盒均购于北京天根生物科技公司。

MEM培养基、胎牛血清、不含EDTA胰酶、HEPES、胰蛋白酶及青链霉素双抗购自GIBCO公司; MA104细胞购自武汉CCTCC细胞库。

40%多聚甲醛溶液、0.1% Triton-X-100溶液购自西格玛奥德里奇(上海)贸易有限公司(Sigma-Aldrich); 牛血清白蛋白(第五组份)(BSA)购自北京博奥拓达生物公司; 抗轮状病毒VP6蛋白的单克隆抗体(2B4)购自Santa Cruz公司; Alexa Fluor 488标记山羊抗鼠荧光二抗和DAPI(4′ , 6′ -diamidino-2-Phenylindole)为碧云天生物技术研究所产品。

1.3 轮状病毒的检测

取临床粪便样品0.2 g, 加入800 μ L PBS溶液, 制成25%的悬液后进行涡旋处理, 经反复冻融3次后, 放入离心机中, 4 ℃ 12 000 r/min离心10 min, 取200 μ L上清, 利用Trizol试剂进行病毒RNA提取, 其余上清放入-80 ℃冰箱保存待用。根据艾科瑞生物公司反转录试剂盒说明书推荐体系和程序进行病毒RNA的反转录。利用特异性引物VP6-F和VP6-R(见表1)扩增轮状病毒的VP6基因, 判定样品的轮状病毒感染的阴阳性。扩增片段大小为1 356 bp。PCR反应体系(25.0 μ L)为:2× Taq Master Mix 12.5 μ L、上游引物VP6-F 1 μ L、下游引物VP6-R 1 μ L、cDNA模板1 μ L, H2O加至终体积25.0 μ L。PCR反应条件为:94 ℃变性5 min后进入循环, 循环参数为:94 ℃ 15 s, 49 ℃ 15 s, 72 ℃ 1 min 25 s, 35个循环, 72 ℃延伸10 min。PCR产物在0.8%的琼脂糖凝胶上电泳检测扩增产物片段大小。随后, 用琼脂糖胶DNA 回收试剂盒纯化PCR扩增产物。特异性PCR扩增产物回收后, 连接到pMD18-T载体送擎科新业生物技术有限公司进行序列测定。

1.4 轮状病毒的分离培养

将-80 ℃冻存的阳性样品的上清液通过0.22 μ m滤膜过滤, 收集病毒滤液。滤液中加入含终浓度为 10 μ g/mL的胰蛋白酶, 于37 ℃、5% CO2培养箱中激活1 h, 获得激活的轮状病毒液。

取已长成致密单层的MA-104细胞, 弃液后用PBS洗细胞3次, 加入激活的轮状病毒液, 置于37 ℃、5% CO2培养箱中, 每隔0.5 h轻晃病毒液, 使病毒均匀、充分地吸附到细胞上。3 h后吸弃病毒液, 用PBS洗细胞3次, 加入含有终浓度为5 μ g/mL胰蛋白酶的无血清的MEM维持液, 于37 ℃、5% CO2培养箱中培养数天, 观察细胞病变效应。待接毒的细胞完全病变后直接置于-80 ℃, 冻融3次后, 4 ℃ 12 000 r/min离心10 min, 收集上清(病毒液)分装后保存于-80 ℃冰箱中, 用于下一次接毒。阳性样品均盲传至第10代。

1.5 轮状病毒的间接免疫荧光鉴定

按1.3中的方法检测盲传分离的病毒。参照文献方法[11]进行RVA间接免疫荧光鉴定。简要步骤如下:将生长旺盛的MA104细胞接种于24孔细胞培养板中, 待细胞生长至80%左右时, 接种激活的病毒液, 同时设未接毒对照。待细胞80%病变后, 吸弃培养基, 预冷的PBS漂洗2次, 每次5 min, 4%多聚甲醛室温固定15 min后吸弃, 随即用预冷的PBS漂洗3次, 每次5 min。用含0.1% Triton-100的PBS室温穿孔处理15 min后吸弃, 再用预冷的PBS漂洗3次, 5% BSA室温封闭1 h, 预冷的PBST漂洗3次, 加入轮状病毒单抗(2B4), 37 ℃ 作用1 h, 预冷的PBS漂洗3次后, 加入羊抗鼠荧光二抗(1:500稀释), 37 ℃避光反应45 min, 预冷的PBST漂洗3次, 加入DAPI染色液, 室温避光作用7 min后, 预冷的PBST漂洗3次, 随后, 再用预冷的PBS漂洗3次, 在荧光显微镜下观察结果。

1.6 全基因组的克隆及序列测定

利用高保真DNA聚合酶进行PCR扩增。

KOD-Plus-Neo酶的PCR扩增体系(50 μ L)为:H2O 32 μ L、10× PCR Buffer for KOD-Plus-Neo 5 μ L、1× 2 mmol/L dNTPs 5 μ L、25 mmol/L MgSO4 3 μ L、上游引物(10 μ mol/L each)1.5 μ L、下游引物(10 μ mol/L each)1.5 μ L、相应模板(cDNA)1 μ L和KOD-Plus-Neo 1 μ L。KOD-Plus-Neo酶的PCR扩增程序为:94 ℃预变性2 min后进入循环; 94 ℃变性15 s, 退火温度根据各片段引物的Tm值决定, 退火时间30 s, 68 ℃延伸, 其延伸时间根据片段长短决定, 进行45个循环。

Q5高保真DNA聚合酶的PCR扩增体系(50 μ L)为H2O 32 μ L、5× ReactionBuffer 10 μ L、10 nmol/L dNTPs 1 μ L、上游引物(10 μ mol/L each) 2.5 μ L、下游引物(10 μ mol/L each) 2.5 μ L、相应模板(cDNA)1 μ L和Q5 High-Fidelity DNA Polymerase 0.5 μ L。Q5高保真DNA聚合酶的PCR扩增程序为:98℃预变性30 s后进入循环; 98 ℃变性15 s, 退火温度根据各片段引物的Tm值决定, 退火时间30 s, 72 ℃延伸, 其延伸时间根据片段长短决定, 进行35个循环, 最后72 ℃终延伸 5 min。

PCR产物经电泳鉴定, 回收后连接到平末端载体pEASY-blunt后进行克隆测序。对扩增的各片段送擎科生物公司进行序列测定。

1.7 基因组遗传进化分析

序列分析使用DNASTAR软件中的Seqman程序, 将序列拼接完整, 采用BLAST和在线分型工具Rota C V2.0进行在线分子定型, 运行MEGA X软件利用邻接法(Neighbor-Joining, NJ)构建系统发育树。系统发育树各分枝置信度采用重抽样法(Bootstrap)进行自举检验, 检验次数设置为1 000次。

2 结 果
2.1 湖北部分地区RV流行情况

本研究于2019-2020年期间, 从湖北省武汉市和襄阳市采集腹泻病人临床粪便样品共计319份。病人主要表现黄色水样腹泻。通过RT-PCR检测, RV样品阳性共69份, 总阳性率为21.63%。其中儿童256份有60份阳性, 阳性率23.44%。成人63份样品中有9份为阳性, 阳性率为14.29%。

2.2 RV的分离与鉴定

RT-PCR检测轮状病毒阳性的临床粪便样品, 接种于MA-104细胞上进行RV分离, 盲传至第6代后, 有11份阳性样品开始出现明显的细胞病变(CPE), 连续传代至第10代, 细胞病变呈现稳定状态, 并在培养48 h后出现明显病变。正常MA-104细胞形态清晰, 生长良好(图1), 病毒感染后, MA-104细胞出现脱落、皱缩、拉网等现象, 脱落的细胞聚集成团块, 如图1B。将从粪检样品中分离得到的11株HRV毒株分别命名为RVA/Human/CHN/HB-1/2019、RVA/Human/CHN/HB-18/2019、RVA/Human/CHN/HB-19/2019、RVA/Human/CHN/HB-20/2019、RVA/Human/CHN/HB-22/2019、RVA/Human/CHN/HB-27/2019、RVA/Human/CHN/HB-28/2019、RVA/Human/CHN/HB-33/2019、RVA/Human/CHN/HB-43/2019、RVA/Human/CHN/HB-45/2019和RVA/Human/CHN/HB-109/2019。

对临床阳性样品在MA104细胞上的第10代培养毒进行RT-PCR检测(图略), 测序结果经Blast比对, 其基因序列与人源RV的VP6序列100%相同, 表明所有分离株确实为人轮状病毒。

图1 RV感染MA104细胞病变图(400× )
A:未接毒正常细胞对照; B:感染RV后的致病变细胞
Fig.1 Cytopathology effects of MA104 cells infected with RV

MA-104细胞接毒24 h后经过固定、透化、封闭, 以及一抗和荧光二抗的特异性反应作用后, 在荧光显微镜下可观察到病毒感染细胞出现特异性绿色荧光反应。感染24 h后的荧光如图2A所示。感染48 h后的荧光如图2B所示。图2B清楚地显示了被病毒感染的细胞的特异性荧光染色, 且48 h的荧光强度强于24 h的荧光, 表明RVA可以在MA-104细胞中稳定地增殖。未接毒的MA-104细胞未见染色荧光(图2C)。间接免疫荧光结果进一步从蛋白质水平证实, 分离的病毒为轮状病毒。并且通过不同感染时间的特异性荧光表明分离的轮状病毒在MA-104细胞中具有较好的增殖能力。

图2 轮状病毒的间接免疫荧光鉴定(400× )
A:病毒感染后24 h; B:病毒感染后48 h; C:未接毒细胞对照
Fig.2 Rotavirus identification by indirect immunofluorescence

2.3 全基因组序列测定及基因型别分析

对11株HRV分离株进行全基因组扩增, 进行序列测定。使用DNAStar的SeqMan软件拼接11个基因片段的分段测序结果, 获得11株分离株的所有11个分节段的全基因组序列。所有分离株的11个基因片段序列均已上传至GenBank。

序列分析结果显示, 3株RVA/Human/CHN/HB-19/2019、RVA/Human/CHN/HB-20/2019和RVA/Human/CHN/HB-43/2019分离株明显属于类Wa株轮状病毒株。基因型为G9-P[8]-I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E1-H1, 而8株分离株NSP4基因序列分析归属为类DS-1株基因型毒株, 但其他节段仍然为类Wa株基因型。基因型为G9-P[8]-I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E2-H1。序列分析显示其具有Wa株与DS-1株交叉重组的基因特征。

2.4 衣壳蛋白基因序列的遗传进化分析

利用BLAST软件对分离株各序列比对选择相应毒株以及GenBank中不同谱系中的代表毒株分别进行遗传进化分析。

VP7全长序列长度1 061 bp, 蛋白质编码区(Coding sequence, CDS)长度 981 bp, 编码326个氨基酸。11株分离株的VP7核苷酸序列均处于谱系Ⅲ 中, 聚在一个相对独立的分支, 序列之间核苷酸序列相似性介于98.7%~99.6%。与武汉的人源RVA/Human-wt/CHN/L2448/2019/G9P[8]毒株同源性最高, 全基因序列相似性为99.53%, 与中国其他的G9型RV毒株处在相对不同的进化分支(图3A)。

VP4全长序列长度2 359 bp, CDS长度2 337 bp, 编码778个氨基酸, 均为P[8]型, 序列之间核苷酸序列相似性为99.7%~99.8%。遗传进化表明分离株的 VP4基因序列均处于谱系III中, 并且与中国P[8]型RV毒株处于相同的进化分支, 与武汉的人源RVA/Human-wt/CHN/L2448/2019/G9P[8]毒株同源性最高, 相似性为99.7%(图3B)。

VP6基因是轮状病毒群特异性抗原, 在A群轮状病毒中相对保守。11株分离株的VP6全长序列长1 356 bp, CDS长1 194 bp, 编码397个氨基酸, 均为I1型, 遗传进化显示VP6基因聚在I1型人源RV毒株之中, 与武汉的RVA/Human-wt/CHN/L2448/2019/G9P[8]株亲缘关系最近, 相似性为99.85%(图3C)。

2.5 NSP4基因序列的遗传进化分析

遗传进化分析显示, 3株轮状病毒株的NSP4基因为E1基因型, 8株轮状病毒株的NSP4基因为E2基因型(图4)。8株毒株在 Wa-like的基因型中具有 DS-1-like的NSP4 E2基因型特征, 是一种具有明显基因重组特征的新型轮状病毒毒株, 其比例占到了72.7%(8/11)。表明该型病毒株已成为新的国内流行毒株。其与来自日本分离株Tokyo18-38同源性最高99.73%, 与武汉的L2448/2019株同源性99.33%。

图3 结构蛋白VP7、VP4、VP6基因进化树分析Fig.3 Phylogenetic tree analysis of structural proteins VP7, VP4 and VP6

图4 非结构蛋白NSP4基因进化树分析Fig.4 Phylogenetic tree analysis of the nsp4 gene

3 讨 论

RV感染是引起全世界5岁以下儿童胃肠炎的主要原因之一。与许多细菌性肠胃炎病原体不同, RV在发达国家和发展中国家都存在, 且改善社会经济条件并不能减少RV的感染[12]

1994-2013年, 在中国关于RV的流行病学和临床研究中最常报道就是G1/G3/G9P[8]和G2P[4]基因型[13, 14, 15]。自2012年以来在武汉G9P[8]已成为儿童和成人中RV最常见的基因型组合, 并且一直占主导地位[13]。Yoshiki等2020年报道了发现日本一种新型的NSP4重配的G9P[8]-E2轮状病毒株[15], 进一步研究分析认为其重配的祖先毒株是G9P[8]型和G2P[4]型毒株的E2基因型NSP4基因重配而产生的新型轮状病毒株[16]。而同时期中国也分别不同地区监测报道了G9P[8]-E2毒株JZ1812、JZ1811、JZ1903毒株和L2448、E5867、Z2768毒株[17]的流行感染。本研究发现流行于中国湖北地区的G9P[8]-E2型毒株, 与国内报道的流行毒株及日本发现的以及国内流行的G9P[8]-E2重配毒株高度相似, 属于同型流行毒株。该型毒株可能会进一步发展为轮状病毒新的流行优势基因型毒株。

通过RV的全基因组测序表明, 本研究中RVA/Human/CHN/HB-1/2019、RVA/Human/CHN/HB-18/2019、RVA/Human/CHN/HB-22/2019、RVA/Human/CHN/HB-27/2019、RVA/Human/CHN/HB-28/2019、RVA/Human/CHN/HB-33/2019、RVA/Human/CHN/HB-45/2019和RVA/Human/CHN/HB-109/2019共8株G9P[8]-E2毒株与武汉的G9P[8]型L2448毒株基因核苷酸序列相似性最高, 并与北京的G9P[8] BJ-Q-194毒株、成都的 G9P[8] SC6毒株、江苏的G9P[8] JS2016毒株、锦州的G9P[8] JZ1812毒株和昆明的G9P[8] km15093毒株基因核苷酸序列相似。且值得注意的是, 这些G9P[8]毒株均在Wa-like的RV基因型中具有DS-1-like的NSP4基因的E2基因型。除NSP4基因E1和E2型的差异外, 这11株G9P[8]毒株的其余基因序列均具有较高的相似性。文献报道, 湖北近年来均检测到此新型G9P[8]-E2型毒株, 表明该型RV已在武汉及湖北范围内广泛传播。NSP4蛋白在诱导感染动物腹泻中扮演着类似肠毒素功能的独特致病作用, 根据文献报道研究显示[13], 在武汉流行的RV毒株有G9P[8]和G2P[4]型, 而G2P[4]型RV的NSP4基因为E2型, 日本报道发现的G9P[8]-E2毒株即是可能由G9P[8]毒株与G2P[4]毒株发生基因重组重配而形成的新型毒株[13], 而湖北地区近年流行的也主要是G9P[8]和G2P[4]型[13]。本研究分离的G9P[8]-E2病毒株是否由本地毒株重组形成, 或者由其他地区流行传入, 亦或是由日本等周边国家流行传入, 还需要进一步流行病学和病原学分析研究才能确证。但明显G9P[8]-E2病毒株已成为轮状病毒流行地区的优势基因型毒株。

利益冲突:

引用本文格式:杨立君, 陈月, 米文琴, 等. 2019-2020年湖北部分地区G9P[8]型人轮状病毒基因特征[J].中国人兽共患病学报, 2022, 38(4):359-365. DOI:10.3969/j.issn.1002-2694.2022.00.040

编辑:张智芳

参考文献
[1] Tate JE, Burton AH, Boschi-Pinto C, et al. Global, regional, and national estimates of Rotavirus mortality in children <5 years of age, 2000-2013[J]. Clin Infect Dis, 2016, 62(Suppl 2): s96-s105. DOI: DOI:10.1093/cid/civ1013 [本文引用:1]
[2] Midgley SE, Bányai K, Buesa J, et al. Diversity and zoonotic potential of rotaviruses in swine and cattle across Europe[J]. Vet Microbiol, 2012, 156: 238-245. DOI: DOI:10.1016/j.vetmic.2011.10.027 [本文引用:1]
[3] Mihalov-Kovács E, Gellért á, Marton S, et al. Cand idate new rotavirus species in sheltered dogs, Hungary[J]. Emerg Infect Dis, 2015, 21: 660-663. DOI: DOI:10.3201/eid2104.141370 [本文引用:1]
[4] Chen D, Barros M, Spencer E, et al. Features of the 3′-consensus sequence of rotavirus mRNAs critical to minus strand synthesis[J]. Virology, 2001, 282: 221-229. DOI: DOI:10.1006/viro.2001.0825 [本文引用:1]
[5] Barro M, Mand iola P, Chen D, et al. Identification of sequences in rotavirus mRNAs important for minus strand synthesis using antisense oligonucleotides[J]. Virology, 2001, 288: 71-80. DOI: DOI:10.1006/viro.2001.1054 [本文引用:1]
[6] Matthijnssens J, Ciarlet M, McDonald SM, et al. Uniformity of rotavirus strain nomenclature proposed by the Rotavirus Classification Working Group (RCWG)[J]. Arch Virol, 2011, 156: 1397-1413. DOI: DOI:10.1007/s00705-011-1006-z [本文引用:2]
[7] Tinh-Huu N, Van-Thai T, Hien-Dang T, et al. Evidence of multiple reassortment events of feline-to-human rotaviruses based on a rare human G3P[9] rotavirus isolated from a patient with acute gastroenteritis[J]. Comp Immunol Microbiol Infect Dis, 2016, 46: 53-59. DOI: DOI:10.1016/j.cimid.2016.04.003 [本文引用:1]
[8] Krisztián B, Mathew D. E, Tara-K K, et al. Molecular characterization of a rare, human-porcine reassortant rotavirus strain, G11P[6], from Ecuador[J]. Arch Virol, 2009, 154: 1823-1829. DOI: DOI:10.1007/s00705-009-0499-1 [本文引用:1]
[9] Shoko O, Toshiyuki H, Aksara T, et al. Detection and molecular characterization of two rare G8P[14] and G3P[3] rotavirus strains collected from children with acute gastroenteritis in Japan[J]. Infect Genet Evol, 2018, 62: 95-108. DOI: DOI:10.1016/j.meegid.2018.04.011 [本文引用:1]
[10] 姜涛, 吴丛梅, 刘新涛, . 轮状病毒间接免疫荧光的检测方法[J]. 吉林大学学报(理学版), 2016, 54: 919-923. DOI: DOI:10.13413/j.cnki.jdxblxb.2016.04.43 [本文引用:1]
[11] Nelson EA, Bresee JS, Parashar UD, et al. Rotavirus epidemiology: the Asian Rotavirus surveillance network[J]. Vaccine, 2008, 26: 3192-3196. DOI: DOI:10.1016/j.vaccine.2008.03.073 [本文引用:1]
[12] Zhou X, Wang YH, Pang BB, et al. Surveillance of human Rotavirus in Wuhan, China (2011-2019): predominance of G9P[8] and emergence of G12[J]. Pathogens, 2020, 9: 810. DOI: DOI:10.3390/pathogens9100810 [本文引用:1]
[13] Nan X, Wu JY, Yan Z, et al. Epidemiological and clinical studies of rotavirus-induced diarrhea in China from 1994-2013[J]. Hum Vaccin Immunother, 2014, 10: 3672-3680. DOI: DOI:10.4161/21645515.2014.979691 [本文引用:5]
[14] Matthijnssens J, Ciarlet M, Rahman M, et al. Recommendations for the classification of group A rotaviruses using all 11 genomic RNA segments[J]. Arch Virol, 2008, 153: 1621-1629. DOI: DOI:10.1007/s00705-008-0155-1 [本文引用:1]
[15] Yoshiki F, Mayuko O, Yoshiko S, et al. Molecular characteristics of novel mono-reassortant G9P[8] Rotavirus A strains possessing the NSP4 gene of the E2 genotype detected in Tokyo, Japan[J]. Jpn J Infect Dis, 2020, 73: 26-35. DOI: DOI:10.7883/yoken.JJID.2019.211 [本文引用:2]
[16] Ying L, Hui L, Weiwei L, et al. Characterization of a G9 group A rotavirus reassortant strain detected in Jinzhou, China, in 2018-2019[J]. Archives Virol. 2020, 165: 977-983. DOI: DOI:10.1007/s00705-020-04563-0 [本文引用:1]
[17] Xuan Z, Yuanhong W, BeiBei P, et al. Surveillance of human Rotavirus in Wuhan, China (2011-2019): predominance of G9P[8] and emergence of G12[J]. Pathogens, 2020, 9: 810. DOI: DOI:10.3390/pathogens9100810 [本文引用:1]